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伯樂（Bio-Rad）Gene Pulser Xcell 電穿孔儀是一種高精度、可控性強的基因?qū)朐O備，廣泛應用于分子生物學、細胞工程及生物制藥等研究領域。其核心技術是利用短時高電場脈沖在細胞膜上形成可逆性納米孔，使外源核酸、蛋白質(zhì)或其他帶電分子穿透細胞膜進入胞質(zhì)或細胞核。
在整個電穿孔實驗中，樣品制備是決定實驗成功率的關鍵環(huán)節(jié)。合理的細胞處理、緩沖體系選擇、外源物質(zhì)純度控制以及溫度與離子濃度的調(diào)節(jié)，均直接影響電穿孔效率和細胞存活率。
本文將系統(tǒng)介紹Gene Pulser Xcell 電穿孔儀在不同實驗體系中的樣品制備方法與參數(shù)要求，涵蓋細菌、酵母、哺乳動物細胞及植物原生質(zhì)體等典型樣本類型，為研究者提供標準化的前處理方案與操作指導。
樣品純凈：樣品中不得含有鹽分、蛋白雜質(zhì)或顆粒物，否則容易引發(fā)電弧放電，損傷細胞及設備。
細胞狀態(tài)良好：處于生長旺盛期的健康細胞對電穿孔反應最佳。衰老或死亡細胞膜穩(wěn)定性差，易破裂。
低離子強度緩沖液：選擇低電導率的電穿孔緩沖體系以減少電解效應。
溫度控制：操作過程中維持低溫（4°C）可降低熱積累，提高細胞生存率。
樣品體積與濃度適中：保證電極間液體充滿但不過量，防止氣泡生成。
這些原則適用于所有類型的電穿孔實驗，是確保數(shù)據(jù)可重復性與結(jié)果穩(wěn)定性的基礎。
選取新鮮菌株，接種于液體LB培養(yǎng)基中，37°C搖床培養(yǎng)至對數(shù)生長期（OD600≈0.5–0.7）。
過度培養(yǎng)會導致細胞壁增厚、通透性降低，影響穿孔效率。
將菌液以4°C、5000 rpm離心5分鐘，棄上清。
用無離子滅菌水或低離子緩沖液（如10%甘油溶液）洗滌3–4次。
每次洗滌后輕輕重懸，直至電導率降至10 μS/cm以下。
最后一次離心后將細胞重懸于10%甘油溶液中，濃度約為10? cells/mL。
樣品可直接用于電穿孔，或在–80°C短期保存。
使用高純度質(zhì)粒（A260/A280比值1.8–2.0），濃度建議為10 ng/μL。
溶液應無鹽、無乙醇殘留，否則會導致電弧。
在無菌冰上混合細胞與DNA溶液，典型體積比例為：
細胞：50 μL
DNA溶液：1–2 μL
混合后立即裝入0.1 cm電極杯中進行電擊。
此法適用于大腸桿菌、沙門氏菌等常見原核模型。
選擇活性強的酵母菌株，接種于YPD培養(yǎng)基中30°C培養(yǎng)至中期（OD600≈0.8）。
細胞壁較厚的酵母需進行軟化預處理。
使用1 M山梨醇溶液作為滲透保護劑。
可加入少量β-葡聚糖酶或Zymolyase輕度酶解以提高膜通透性。
離心（3000 rpm，5分鐘）后用冰冷山梨醇緩沖液洗滌3次。
將細胞重懸于1 M山梨醇緩沖液中，濃度為1–2 × 10? cells/mL。
若樣品過稠，可適當稀釋。
DNA純度需高于90%，量約為2–5 μg。
混合后輕輕吹勻，避免劇烈振蕩造成細胞破裂。
樣品溫度應保持在冰上4°C；
確保電極杯干燥，無氣泡；
使用0.2 cm或0.4 cm電極杯，根據(jù)實驗設計選擇電壓（一般250–500 V）。
常用細胞系包括HeLa、CHO、293T、Jurkat等。
細胞應處于對數(shù)生長期，無污染，活性≥95%。
貼壁細胞需用0.25%胰酶消化后離心收集。
懸浮細胞直接離心（1000 rpm，5分鐘）。
使用無鈣無鎂PBS或?qū)Ｓ秒姶┛拙彌_液洗滌兩次，以去除培養(yǎng)基鹽分。
典型組成：
10 mM HEPES（pH 7.2）
250 mM 蔗糖
1 mM MgCl?
0.1 mM CaCl?
該體系電導率低，可有效減少電解反應。
調(diào)整細胞濃度為2×10?–1×10? cells/mL。
加入高純度質(zhì)粒DNA（10–20 μg/mL）或mRNA（1–5 μg/mL）。
對蛋白質(zhì)或復合體導入，可適當降低濃度以減輕負荷。
將300 μL樣品轉(zhuǎn)入0.4 cm電極杯，輕輕拍打去除氣泡。
使用方波模式（250 V、10 ms×2次）效果最佳。
電擊后立即加入1 mL預溫培養(yǎng)基中，37°C孵育1小時進行修復。
取新鮮葉片或懸浮細胞，切成細條后置于酶解液（含纖維素酶與果膠酶）中。
25°C輕輕震蕩3–5小時，直至形成懸浮單細胞。
通過濾網(wǎng)去除雜質(zhì)，低速離心收集原生質(zhì)體。
用0.4 M甘露醇溶液洗滌3次以去除酶液殘留。
重懸于含Ca2?的滲透緩沖液中（例如0.4 M甘露醇 + 10 mM CaCl? + 10 mM MES，pH 5.7）。
推薦使用高純度質(zhì)粒DNA 10–30 μg/mL。
混合后輕輕倒置數(shù)次，避免泡沫。
電極杯間距0.4 cm，體積約300 μL。
設置200 V、30 ms方波單脈沖。
電擊后立即轉(zhuǎn)入恢復培養(yǎng)液中，25°C避光培養(yǎng)6–8小時。
需使用RNase-free條件操作，所有溶液應經(jīng)DEPC處理。
RNA溶解于無鹽緩沖液中（例如1 mM HEPES，pH 7.0）。
冷凍保存前避免反復凍融。
蛋白應處于單體狀態(tài)，避免聚集。
溶液pH應接近生理值（6.8–7.4）。
若含金屬離子或鹽分，應通過透析去除。
這些高分子物質(zhì)進入細胞的難度較大，需在方波模式下延長脈沖時間或增加脈沖次數(shù)。
| 緩沖液類型 | 主要成分 | 應用對象 |
|---|---|---|
| 10% 甘油溶液 | 甘油+去離子水 | 細菌 |
| 山梨醇緩沖液 | 1 M 山梨醇 + 10 mM CaCl? | 酵母 |
| 低離子HEPES緩沖液 | 10 mM HEPES + 250 mM 蔗糖 | 哺乳動物細胞 |
| 甘露醇溶液 | 0.4 M 甘露醇 + 10 mM MES | 植物原生質(zhì)體 |
所有緩沖液在使用前應經(jīng)0.22 μm濾膜過濾滅菌，并在4°C保存不超過1周。
理想電導率應低于50 μS/cm；
超過該值會導致電弧或加熱現(xiàn)象。
pH值應與細胞內(nèi)環(huán)境相近，以減少電場刺激；
滲透壓控制在250–400 mOsm/kg，防止細胞脹裂或脫水。
所有電穿孔操作應在低溫條件下進行，避免高溫導致電流不均或膜不可逆損傷；
樣品制備后應立即使用；
若需暫存，可置于4°C短期保存（≤24小時），避免反復凍融。
確保電極杯干凈、干燥，防止導電殘留。
樣品體積適配電極間距，推薦：
0.1 cm杯：50–100 μL
0.2 cm杯：200 μL
0.4 cm杯：400 μL
去除所有氣泡，可輕輕敲擊杯壁。
裝樣后立即電擊，避免長時間暴露。
在電穿孔前后均需檢測樣品質(zhì)量：
顯微鏡觀察：判斷細胞完整性與形態(tài)。
臺盼藍染色：評估存活率。
電導率檢測：確認緩沖液純度。
DNA/RNA濃度測定：保證導入劑量一致。
若細胞損傷嚴重，應重新調(diào)整緩沖體系或降低能量參數(shù)。
Cas9 mRNA 與 sgRNA 需在無離子環(huán)境下混合，比例1:1。
樣品應預冷，避免RNA降解。
T細胞、B細胞需在激活48小時后進行電穿孔。
使用專用低鈉離子緩沖體系，保證細胞活性。
對蛋白-DNA復合體、脂質(zhì)顆粒等樣品，應調(diào)整電場至中等能量并延長脈沖。
| 問題 | 可能原因 | 解決方案 |
|---|---|---|
| 電弧或爆裂 | 緩沖液含鹽過高、氣泡未除 | 使用低離子緩沖液，輕拍去泡 |
| 導入率低 | DNA濃度不足或細胞狀態(tài)差 | 提高DNA量或更換新鮮培養(yǎng) |
| 細胞死亡率高 | 電壓過高或樣品升溫 | 降低電壓，預冷樣品 |
| 樣品重復性差 | 洗滌不徹底或電極污染 | 嚴格標準化洗滌步驟 |
| 無表達 | 質(zhì)粒損壞或載體不兼容 | 檢查DNA質(zhì)量，優(yōu)化載體系統(tǒng) |
標準化操作：制定統(tǒng)一制備流程，減少人為誤差。
批次記錄：詳細記錄細胞來源、緩沖液批號、DNA純度。
環(huán)境監(jiān)控：保持無菌、低離子、低溫條件。
結(jié)果追蹤：通過轉(zhuǎn)染效率和細胞存活率評估制備質(zhì)量。
在Gene Pulser Xcell電穿孔實驗中，樣品制備決定了實驗的成敗。
高質(zhì)量的細胞、低電導率的緩沖體系、合理的溫度控制和精確的體積操作，能顯著提高轉(zhuǎn)化效率并延長設備壽命。
科學的樣品制備應具備三大特點：
標準化：操作規(guī)范、參數(shù)可重復；
精準化：濃度、電導率、溫度控制在最佳范圍；
兼容性：不同細胞類型對應差異化制備策略。
通過嚴格遵循樣品制備原則，研究人員能夠充分發(fā)揮伯樂Gene Pulser Xcell電穿孔儀的性能，實現(xiàn)穩(wěn)定、高效、安全的電穿孔實驗效果。
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